在完成胶质瘤组织样本的初步处理后，接下来的实验步骤需严格遵循无菌操作规范，以确保细胞的活性和实验数据的可靠性。

       将消化后的组织悬液通过100μm细胞筛过滤，以去除未充分消化的组织块和纤维成分。滤液收集至15mL离心管中，1000rpm离心5分钟，弃去上清，加入适量预冷的PBS重悬细胞，再次离心洗涤，重复两次以清除残留的消化酶和碎片。

    随后，用含10%胎牛血清（FBS）的DMEM/F12培养基重悬细胞沉淀，轻柔吹打至均匀单细胞悬液。将细胞悬液接种于预先包被多聚赖氨酸的培养皿中，置于37℃、5% CO₂的培养箱中静置培养。24小时后更换新鲜培养基，去除未贴壁的死亡细胞和杂质。

    为促进胶质瘤源细胞的富集，可采用差速贴壁法进一步纯化。由于成纤维细胞贴壁速度较快，可在接种1-2小时后将未贴壁的细胞悬液转移至新的培养皿，重复此步骤可降低间质细胞污染。此外，若需分离特定亚群，可使用CD133或EGFR等表面标记物通过流式分选或免疫磁珠法进行筛选。

    培养期间需每日观察细胞形态和增殖状态。原代胶质瘤细胞通常呈梭形或不规则多边形，聚集成簇生长。若出现过度分化或污染，需及时进行抗生素处理或重新分离。待细胞融合度达80%时，可进行传代或冻存。传代时建议使用低浓度胰酶（0.05%）短时消化，避免损伤细胞膜完整性。

   后续实验可根据研究方向设计功能验证，如侵袭实验、药物敏感性测试或基因编辑。注意每次操作前需进行细胞鉴定（如免疫荧光检测GFAP、Nestin等标志物），确保实验结果的准确性。

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